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小鼠尾静脉注射实验

发表时间:2024-06-18 16:02

实验目的:


  1. 药物和试剂的递送: 通过尾静脉注射,可以将药物、试剂、化合物或基因材料直接注入小鼠体内,从而快速达到血液循环系统。这个方法常用于研究药物的药代动力学、药效学以及毒性等。

  2. 基因治疗研究: 通过尾静脉注射载有目标基因的病毒载体或其他基因递送系统,可以研究基因治疗的效果和安全性。

  3. 模型建立: 某些疾病模型的建立需要特定物质的递送,比如癌症模型中肿瘤细胞的注射、炎症模型中炎症介质的注射等。尾静脉注射是一种方便有效的方法。

  4. 药物代谢和分布研究: 通过尾静脉注射放射性或荧光标记的化合物,可以追踪药物在体内的代谢和分布情况,从而了解药物的吸收、分布、代谢和排泄(ADME)特性。

  5. 免疫研究: 尾静脉注射抗原或疫苗,用于研究免疫反应、抗体产生以及免疫机制等。

  6. 血液生化和生理参数研究: 通过尾静脉注射特定试剂,可以诱导和研究血液中的生化和生理参数变化,如血糖、脂质、炎症因子等。

  7. 疾病治疗效果评估: 通过尾静脉注射治疗性药物,评估其对疾病模型的治疗效果和副作用,从而指导临床应用。

实验原理:

  1. 使用快装鼠筒:快装鼠筒可以快速装入小鼠,保证小鼠保定牢固且舒适,防止其前窜,从而保证注射时的稳定性。

  2. 赶压鼠尾:通过赶压的方式,将小鼠尾根部分的血液赶到尾部后半段,使血管充分充盈,方便针头进入。

  3. 黄光照射:使用特殊的黄光照射小鼠尾部,使其血管显现。在可视的情况下,针尖的刺入可以做到准确,不再依赖手感盲打。通过摆动针头观察血管是否跟随移动,可以确定针是否在血管中,从而不再依赖难以掌握的手感。

实验仪器:

BLD-XXY20小鼠尾静脉注射显像仪

显像仪俯视 拷贝.jpg


实验方法:


  1. 使用快装鼠筒:快速装鼠筒一改过去小鼠钻入式的装鼠方式。以前的方法在初次使用时可能有效,但随着动物的适应,操作会变得困难。快装鼠筒采用后拉尾式装鼠方式,0型鼠筒前端可以顺利将鼠拉入筒内。为避免小鼠在筒内滚转身体,可用前堵头将其固定,前堵头根据小鼠头骨的生理曲线设计,既能有效控制头部,又不影响正常呼吸,并能让前肢处于舒适位置。固定位置应确保动物不能自由活动但不影响肺部扩张和正常呼吸(通过透明有机玻璃可观察调整)。

  2. 鼠筒放置:装好鼠的小鼠筒放置于主机上面板的槽上,鼠尾通过开口的档板放置在鼠尾挤压板下板的沟槽里,打开开关,透射灯亮起,观察鼠尾血管是否摆正。这时可以根据黄光透射血管的情况调整亮度旋钮,使血管清晰可见。环境亮度变化会影响血管显现,建议在较暗的室内操作,避免强光直射。

  3. 注射位置的调整:无论使用多大的小鼠,均应从鼠尾部的下1/3处进针。这样逐渐从下向上注射,可避免漏液现象。因使用动物的品系、大小不同,尾长度也不同,需要调整注射时的位置。

  4. 注射:注射使用的针头应在5号以下,4.5或4号较为合适。过粗的针对血管损伤大,用后止血困难。目前也有用头皮针后接1毫升注射器的。这是为了通过观察回血情况判断是否进入血管。无论使用什么针,重要的是能看到血管并清晰定位针的位置。针头进入血管后,可左右摆动针头,观察血管是否跟随移动,这是判断是否进入血管的好方法。



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