小鼠尾静脉注射实验

实验目的：

1. 药物和试剂的递送： 通过尾静脉注射，可以将药物、试剂、化合物或基因材料直接注入小鼠体内，从而快速达到血液循环系统。这个方法常用于研究药物的药代动力学、药效学以及毒性等。

2. 基因治疗研究： 通过尾静脉注射载有目标基因的病毒载体或其他基因递送系统，可以研究基因治疗的效果和安全性。

3. 模型建立： 某些疾病模型的建立需要特定物质的递送，比如癌症模型中肿瘤细胞的注射、炎症模型中炎症介质的注射等。尾静脉注射是一种方便有效的方法。

4. 药物代谢和分布研究： 通过尾静脉注射放射性或荧光标记的化合物，可以追踪药物在体内的代谢和分布情况，从而了解药物的吸收、分布、代谢和排泄（ADME）特性。

5. 免疫研究： 尾静脉注射抗原或疫苗，用于研究免疫反应、抗体产生以及免疫机制等。

6. 血液生化和生理参数研究： 通过尾静脉注射特定试剂，可以诱导和研究血液中的生化和生理参数变化，如血糖、脂质、炎症因子等。

7. 疾病治疗效果评估： 通过尾静脉注射治疗性药物，评估其对疾病模型的治疗效果和副作用，从而指导临床应用。

实验原理：

1. 使用快装鼠筒：快装鼠筒可以快速装入小鼠，保证小鼠保定牢固且舒适，防止其前窜，从而保证注射时的稳定性。

2. 赶压鼠尾：通过赶压的方式，将小鼠尾根部分的血液赶到尾部后半段，使血管充分充盈，方便针头进入。

3. 黄光照射：使用特殊的黄光照射小鼠尾部，使其血管显现。在可视的情况下，针尖的刺入可以做到准确，不再依赖手感盲打。通过摆动针头观察血管是否跟随移动，可以确定针是否在血管中，从而不再依赖难以掌握的手感。

实验仪器：

BLD-XXY20小鼠尾静脉注射显像仪

实验方法：

1. 使用快装鼠筒：快速装鼠筒一改过去小鼠钻入式的装鼠方式。以前的方法在初次使用时可能有效，但随着动物的适应，操作会变得困难。快装鼠筒采用后拉尾式装鼠方式，0型鼠筒前端可以顺利将鼠拉入筒内。为避免小鼠在筒内滚转身体，可用前堵头将其固定，前堵头根据小鼠头骨的生理曲线设计，既能有效控制头部，又不影响正常呼吸，并能让前肢处于舒适位置。固定位置应确保动物不能自由活动但不影响肺部扩张和正常呼吸（通过透明有机玻璃可观察调整）。

2. 鼠筒放置：装好鼠的小鼠筒放置于主机上面板的槽上，鼠尾通过开口的档板放置在鼠尾挤压板下板的沟槽里，打开开关，透射灯亮起，观察鼠尾血管是否摆正。这时可以根据黄光透射血管的情况调整亮度旋钮，使血管清晰可见。环境亮度变化会影响血管显现，建议在较暗的室内操作，避免强光直射。

3. 注射位置的调整：无论使用多大的小鼠，均应从鼠尾部的下1/3处进针。这样逐渐从下向上注射，可避免漏液现象。因使用动物的品系、大小不同，尾长度也不同，需要调整注射时的位置。

4. 注射：注射使用的针头应在5号以下，4.5或4号较为合适。过粗的针对血管损伤大，用后止血困难。目前也有用头皮针后接1毫升注射器的。这是为了通过观察回血情况判断是否进入血管。无论使用什么针，重要的是能看到血管并清晰定位针的位置。针头进入血管后，可左右摆动针头，观察血管是否跟随移动，这是判断是否进入血管的好方法。